Support Fiches techniques PARA-TEST TROUSSE POUR LA CONCENTRATION DES PARASITES
Technical Data #PT-50V / 2010.07.22
Le diagnostic des infections intestinales causées par les parasites exige des procédures particulières de prélèvement, de manipulation et d'identification des kystes protozoaires, des oeufs d'helminthes ainsi que des larves dans les matières fécales (1,2,3,4,5,6,7,8).
PARA-TEST est un système standardisé pour concentrer et recouvrir les parasites dans les matières fécales.
PARA-TEST utilise une méthodologie similaire à celle de Ritchie (sédimentation à l'éther et au formol)(1,2) et des composantes standardisées.
Pour obtenir un recouvrement maximum, les composantes standardisées suivantes sont utilisées:
1. L'acétate d'éthyl est utilisé comme solvant.
2. TRITON X-100 à 20% est utilisé pour préserver les échantillons contenant du mucus et/ou des masses fécales. Ce surfactant permet la libération des oeufs d'helminthes et de parasites en diminuant les forces d'adhésion du mucus et des amas.
3. L'entonnoir/filtre dont le diamètre des trous est consistant, facilite le passage des oeufs, larves et kystes, tout en permettant la rétention des débris et matières fécales macroscopiques.
4. Le tube gradué à centrifugation est en polypropylène résistant à l'acétate d'éthyle. Il perme l'ajout précis de specimen et de réactifs.
5. Le coton-tige est utilisé pour enlever les résidus à l'intérieur du tube.
PRÉCAUTIONS
Ce produit est strictement pour usage exclusif en laboratoire
CONSERVATION
Conserver la trousse à la temperature ambiante (15-30o C).
REMARQUES
Les selles pour recherche de parasites ne doivent pas être congelées et décongelées. Les selles solides peuvent être conservées quelques heures à la température de la pièce ou une nuit au réfrigérateur. Les selles liquides et les selles molles doivent être mélangées à un fixatif en dedans d'une heure. Les échantillons qui ne peuvent être fixés rapidement, doivent être réfrigérés ou gardés à la température ambiante. De l'eau ou de l'eau physiologique peuvent être utilisées mais l'eau courante lysera le Blastomyces hominis. Consulter les références appropriées pour l'identification des parasites fécaux.
TECHNIQUE
PRELEVEMENT ET PREPARATION: Seules les matières fécales conservées dans le formol à 10% (#FN-100) ou e mélange acétate de sodium-acide acétique-formol (#SAF-100) peuvent être utilisées. Le ratio matières fécales/préservatif doit être de l'ordre de 1:3 à 1:5. L'échantillon doit être mélangé vigoureusement avec le réactif afin de bien homogéiniser le tout. Le mélange est laissé à la température de la pièce pour au moins 30 minutes avant utilisation pour obtenir une fixation adéquate.
TRAITEMENT: Si le mélange selles/préservatif démontre toujours l'existance de mucus ou de masses, ajouter 2 gouttes de TRITON X-100 au mélange et agiter vigoureusement.
1- Placer l'entonnoir/filtre dans un tube à centrifugation de 15 ml. Filtrer une quantité suffisante du mélange selles/préservatif pour obtenir un sédiment de 1 ml après centrifugation. Environ 3 ml d'une suspension dense est nécessaire pour obtenir le culot requis et jusqu'à 10 ml lorsque la suspension est liquide. Ne pas forcer le matériel à travers le filtre. Jeter l'entonnoir/filtre.
2- Ajouter au tube de l'eau physiologique ou de l'eau courante jusqu'à la marque de 14 ml. Centrifuger à 2500 rpm (650xg) durant 1 minute. Décanter le surnageant en conservant le sédiment. Suspendre le culot dans 8 ml de formol à 10% ou de fixatif SAF.
3- Ajouter 4 ml d'acétate d'éthyle et boucher le tube. Inverser le tube et agiter vigoureusement durant 30 secondes. Enlever lentement le bouchon afin d'éliminer la pression accumulée et centrifuger à 2000 rpm (500xg) durant 1 minute. Après la centrifugation, on observe 4 couches différentes qui sont du haut vers le bas:
- Acétate d'éthyle (environ 3 ml)
- Débris fécaux et corps gras (environ 0,5 ml)
- Formol ou SAF décoloré (environ 9 ml)
- Sédiments fécaux (environ 0,5 ml)
4- En tenant verticalement le tube, libérer la couche de débris fécaux en passant un bâtonnet entre la paroi du tube et le pourtour de la couche. Décanter les 3 couches supérieures. Garder le tube en position penchée et bien nettoyer l'intérieur, des restes de débris à l'aide d'un coton-tige. Cette étape est très importante, car si des gouttes de liquides se mélangent au sédiment l'examen devient alors particulièrement difficile. Mélanger le sédiment avec la petite quantité de liquide qui drainera de la paroi vers le bas du tube.
5- Transférer une partie du sédiment sur une lame de microscope et préparer le montage désiré pour l'examen. L'observation doit se faire dans les 30 minutes suivant la fin de la technique de concentration. Si le montage doit être effectué plus tard, une petite quantité de formol peut être ajoutée au sédiment et le tube bouché.
CONTROLE DE LA QUALITE
Vérifier la date de péremption des réactifs. Ne pas utiliser un réactif au délà de la date de péremption indiquée. Examiner le TRITON X-100 et le rejeter s'il n'est pas limpide. Bien vérifier le montage entonnoir/filtre et s'assurer de la présence du filtre en plastique. Ne pas utiliser s'il n'y a pas de filtre ou si les espaces sont obstrués.
RÉFÉRENCES
NUMÉROS DU CATALOGUE
| PARA-TEST KIT | PT-50 |
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La trousse comprend: |
50 Entonnoirs/filtres 50 Tubes à centrifugation, 15 ml 50 Bouchons pour tube, type plug 50 Coton-tiges 15 ml TRITON X-100 à 20% 225 ml Réactif d'acétate d'éthyle |
| PARA-TEST KIT | PT-50V |
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La trousse comprend: |
50 Entonnoirs/filtres 50 Tubes à centrifugation, 15 ml, imprimés 50 Bouchons pour tube, à vis 50 Coton-tiges 15 ml TRITON X-100 à 20% 225 ml Réactif d'acétate d'éthyle |
